外源基因進入細胞主要有四種方法：電擊法、磷酸鈣法和脂質體介導法和病毒介導法。電擊法是在細胞上短時間暫時性的穿孔讓外源質粒進入；磷酸鈣法和脂質體法是利用不同的載體物質攜帶質粒通過直接穿膜或者膜融合的方法使得外源基因進入細胞；病毒法是利用包裝了外源基因的病毒感染細胞的方法使得其進入細胞。但是由于電擊法和磷酸鈣法的實驗條件控制較嚴、難度較大；病毒法的前期準備較復雜、而且可能對于細胞有較大影響；所以現在對于很多普通細胞系，一般的瞬時轉染方法多采用脂質體法。

利用脂質體轉染法最重要的就是防止其毒性，因此脂質體與質粒的比例，細胞密度以及轉染的時間長短和培養基中血清的含量都是影響轉染效率的重要問題，通過實驗摸索的合適轉染條件對于效率的提高有巨大的作用。

1、細胞傳代
1）棄掉培養皿中的培養基，用1ml的PBS溶液洗滌兩次。
2）用移液槍加入1ml胰酶，消化1min（37℃，5% CO2）。用手輕拍培養瓶壁，觀察到細胞*從壁上脫落下來為止。
3）加入1ml的含血清培養基終止反應。
4）用移液槍多次吹吸，使細胞*分散開。
5）將培養液裝入離心管中，1000rpm離心5min。
6）用培養液重懸細胞，細胞計數后選擇0.8 x 106個細胞加入一個35mm培養皿。
7）將合適體積*培養液加入離心管中，混勻細胞后輕輕加入培養皿中，使其均勻分布。
8）將培養皿轉入CO2培養箱中培養，第二天轉染。

2、細胞轉染
1）轉染試劑的準備
A、將400ul去核酸酶水加入管中，震蕩10s，溶解脂狀物。
B、震蕩后將試劑放在-20℃保存，使用前還需震蕩。
2）選擇合適的混合比例（1:1-1:2/脂質體體積ul：DNA質量ug）來轉染細胞。在一個轉染管中加入合適體積的無血清培養基。加入合適質量的MyoD或者EGFP的DNA，震蕩后在加入合適體積的轉染試劑，再次震蕩。
3）將混合液在室溫放置10-15min。
4）吸去培養板中的培養基，用PBS或者無血清培養基清洗一次。
5）加入混合液，將細胞放回培養箱中培養一個小時。
6）到時間后，根據細胞種類決定是否移除混合液，之后加入*培養繼續培養24-48h。

3、第二次細胞傳代
1）在轉染后24h，觀察實驗結果并記錄綠色熒光蛋白表達情況。
2）再次進行細胞傳代，按照免疫染色合適的密度0.8 x 105個細胞/35mm培養皿將細胞重新分入培養皿中。
3）在正常條件下培養24h后，按照染色要求條件固定。